L’article en bref
La coloration May Grünwald Giemsa est la technique de référence en hématologie pour différencier les cellules sanguines. Découvrez ses principes et ses applications essentielles.
- Une méthode basée sur les affinités chimiques : l’éosine et le bleu de méthylène fixent sélectivement les constituants cellulaires selon leur nature acide ou basique
- Trois comportements distincts : basophile (noyaux), acidophile (hémoglobine) et neutrophile pour une reconnaissance précise des cellules
- Un protocole rigoureux indispensable : pH 7, temps de contact précis et dilution Giemsa immédiate pour des teintes fiables
- Une capacité diagnostique supérieure : révèle les anomalies morphologiques subtiles et détecte leucémies et anémies hémolytiques
Je me souviens encore de ma première observation d’un frottis sanguin bien coloré sous le microscope. Cette petite lame, avec ses cellules parfaitement différenciées par des teintes allant du rose au violet, m’avait littéralement fasciné. La technique derrière ce résultat ? La coloration MGG May Grünwald Giemsa, une approche immanquable en hématologie. Voici ce qu’il faut savoir sur elle.
Ce qu’est réellement la coloration May Grünwald Giemsa
La coloration May Grünwald Giemsa, aussi appelée coloration de Pappenheim, est une technique de coloration utilisée pour différencier les cellules du sang sur des préparations cytologiques. Elle appartient à la famille des méthodes de Romanowsky, du nom du médecin russe Romanowsky (1861-1921) qui en posa les bases.
En France, cette coloration constitue la référence absolue pour l’analyse cellulaire en hématologie. Les travaux des experts B. Badaoui, V. Tran Quang et S. Tarfi-Bekkour, affiliés au Secteur d’hématologie cellulaire des Hôpitaux universitaires Henri Mondor, AP-HP, ainsi qu’à l’Inserm U955, IMRB, Faculté de médecine UPEC, le confirment clairement.
Les deux colorants qui font tout le travail
Le May-Grünwald associe un colorant acide, l’éosine, à un colorant basique, le bleu de méthylène. Le Giemsa, lui, combine l’éosine avec l’azur de méthylène. Les deux préparations restent inactives dans leur solvant alcoolique. Dès l’ajout d’eau, les sels précipitent sous forme active et se fixent sélectivement sur les constituants cellulaires. C’est là que la magie opère !
Basophile, acidophile, neutrophile : trois comportements distincts
Tout repose sur la chimie des affinités. Les constituants acides de la cellule (comme l’ADN ou le cytoplasme riche en ARN des lymphocytes) attirent les colorants basiques : on les dit basophiles. Les constituants basiques, notamment l’hémoglobine des hématies, fixent les colorants acides : on parle de constituants acidophiles ou éosinophiles. Certains facteurs fixent les deux : ils sont dits neutrophiles.
Orthochromatisme et métachromatisme : quand la couleur change
Deux comportements colorants coexistent dans cette méthode. L’orthochromatisme correspond à un colorant qui conserve sa teinte après fixation. Le métachromatisme, lui, implique un changement de couleur : l’azur de méthylène, initialement bleu, vire au pourpre une fois fixé sur les constituants azurophiles. Ce détail technique change tout dans l’interprétation des lames !
| Élément cellulaire | Couleur obtenue | Type d’affinité |
|---|---|---|
| Noyaux | Bleu à violet-noir | Basophile |
| Hématies | Beige-rosé | Acidophile |
| Granulations éosinophiles | Orangé | Acidophile |
| Granulations neutrophiles | Violet-lilas | Neutrophile |
| Granulations basophiles | Bleu-noir | Basophile |
| Granulations grands lymphocytes | Pourpres | Azurophile |
Protocole opératoire : comment réaliser cette coloration pas à pas
Je dois vous avouer qu’au début de ma pratique, j’avais bâclé le rinçage d’une lame avec de l’eau du robinet au lieu d’eau neutre tamponnée à pH 7. Résultat : des teintes complètement faussées, une lame illisible. La rigueur du protocole n’est pas une formule. Si vous voulez approfondir les bases de la préparation de lame au microscope avec colorant, je vous recommande d’y consacrer du temps.
La fixation et le premier bain colorant
On pose la lame horizontalement dans une boîte de coloration. On verse ensuite 15 à 20 gouttes de May-Grünwald pur pour couvrir totalement la surface du frottis. Le méthanol contenu dans le colorant fixe les cellules pendant 2 à 3 minutes. On ajoute ensuite un volume identique d’eau neutre (tamponnée à pH 7), on laisse agir 2 minutes, puis on rince à l’eau neutre. Ce premier bain conditionne directement la qualité de la fixation cellulaire.
L’étape Giemsa, la plus délicate
Le Giemsa doit être dilué au 1/10 immédiatement avant utilisation : 1 volume de Giemsa pour 9 volumes d’eau neutre. Ce mélange se verse dans une boîte de Laveran dès que la lame est prête, car le pouvoir colorant est maximal au moment même du mélange. La lame repose face frottis vers le fond de la boîte pendant 20 minutes. Après rinçage à l’eau distillée, la lame sèche à l’air avant toute observation. Pas question de précipiter le séchage !
Pourquoi le pH 7 est non négociable
Toutes les dilutions et tous les rinçages doivent utiliser un tampon pH 7. Un pH trop acide ou trop basique perturbe les affinités tinctoriales et fausse les constats. Les experts du secteur d’hématologie cellulaire insistent : une procédure rigoureuse avec des réactifs de qualité constitue la condition sine qua non d’une reconnaissance cellulaire fiable, aussi bien pour les cellules normales que pathologiques.
- Toujours vérifier la qualité de la coloration avant lecture au microscope optique
- Utiliser des critères publiés précis pour évaluer les teintes obtenues
- Respecter les temps de contact à chaque étape sans approximation
Ce que cette technique révèle que d’autres méthodes ne voient pas
La coloration MGG permet une identification précise des trois compartiments cellulaires : noyau, cytoplasme et granulations. C’est là son avantage décisif. D’autres techniques microscopiques, comme la microscopie électronique à balayage, étudient la morphologie à une tout autre échelle. La MGG, elle, reste irremplaçable pour lire rapidement et finement la composition cellulaire d’un sang périphérique.
Sa capacité à révéler des anomalies morphologiques subtiles, comme des granulations atypiques ou des noyaux malformés, en fait un outil diagnostique de premier ordre. Des pathologies comme les leucémies ou les anémies hémolytiques sont souvent détectées en premier lieu grâce à un frottis coloré selon cette méthode. La précision de la lecture dépend autant de la qualité de la coloration que de l’expérience de l’opérateur face au microscope.
Sources : optique” target=”_blank” rel=”nofollow”>wiki microscope optique
